Использование стволовых клеток для лечения сахарного диабета (обзор литературы)

Сахарный диабет (СД) 1 типа является хроническим заболеванием, поражающим генетически предрасположенных лиц, у которых инсулинсекретирующие β-клетки островков Лангерганса поджелудочной железы (ПЖ) избирательно и необратимо разрушены в результате аутоиммунной атаки организма [5].

Актуальность проблемы сахарного диабета

В настоящее время СД страдает около 130 млн человек во всех странах мира, а в следующем десятилетии ожидается дальнейшее значительное повышение частоты заболеваемости [37]. В 2004 г. распространенность СД в целом по Украине составила 969 269 больных, или 2043,1 на 100 тыс. населения [2]. Количество лиц, у которых СД был впервые выявлен в 2004 г., превысило 92 тыс. [2].

К сожалению, стандартная схема интенсивной инсулинотерапии СД может приводить к тяжелым гипогликемическим реакциям (приступы и кома) и не исключает вероятности развития вторичных деструктивных осложнений СД (нефропатия, нейропатия, ретинопатия и сердечно-сосудистая патология). Внедрение новых научных достижений в клиническую практику позволит оптимизировать лечение СД и его осложнений, что существенно улучшит качество жизни многих больных [1]. Современные исследования по терапии СД направлены на поиск средств (препаратов), действие которых максимально приближено к физиологическим условиям динамики секреции инсулина. Основные разработки ведутся фактически по трем направлениям: усовершенствование препаратов инсулина путем создания их аналогов с помощью генно-инженерной технологии; усовершенствование способов доставки инсулина путем разработки аэрозольных форм для введения с помощью специальных ингаляторов или разработки пероральных форм, предварительно иммобилизованных в полимерном гидрогеле; усовершенствование методов трансплантации ПЖ, островков Лангерганса иβ-клеток (или использование полученных с помощью генно-инженерной технологии псевдо-β-клеток) [1].

Весьма перспективным методом терапии СД является также использование стволовых клеток (СК) в качестве практически неограниченного источника физиологически компетентного заменителя первичных островков Лангерганса, что и стало предметом данного обзора.

Требования к заместительной терапии β-клетками

Регуляция секреторной активности пересаженных клеток является главной проблемой при любой попытке использовать клетки-предшественники в заместительной терапии β-клетками. Клетки, вырабатывающие инсулин, но выделяющие его на одном уровне, не подходят для трансплантации, поскольку нерегулируемая секреция инсулина является фактором риска и не имеет преимуществ по сравнению с обычной инсулинотерапией. В связи с этим при дифференцировке клеток-предшественников в инсулинпродуцирующие клетки (ИПК) должен индуцироваться регуляторный секреторный путь, обеспечивая тем самым накопление инсулина и его быстрое выделение в ответ на ряд физиологических сигналов. Для достижения этого в клетках необходимо активизировать сложную систему экспрессии генов, очень напоминающую таковую у нормальных β-клеток [13].

Идентификация ключевых факторов транскрипции, определяющих эмбриональное развитие островков, может позволить манипулировать дифференцировкой эмбриональных стволовых клеток (ЭСК) путем обработки растворимыми факторами для повышения количества клеток-предшественников, подверженных дифференцировке с образованием физиологически регулируемых ИПК. В то же время дифференцировка сопровождается снижением пролиферативной способности клеток. Таким образом, необходимо ограничивать нерегулируемый клеточный рост после трансплантации [13].

Даже при оптимальных условиях дифференцировки существует вероятность того, что ИПК, образующиеся в культуре тканей из клеток-предшественников, будут не соответствовать по некоторым параметрам нормальному фенотипу β-клетки. Некоторые отклонения могут являться позитивными, например неспособность экспрессировать антигены β-клеток, что впоследствии сделает такие клетки резистентными к возвратному аутоиммунитету. Кроме того, такие клетки могли бы экспрессировать более высокие уровни нейтрализующих свободные радикалы ферментов по сравнению с нормальными β-клетками. Считается, что низкие уровни таких ферментов, как каталаза и супероксиддисмутаза, делают β-клетки особенно чувствительными к цитокининдуцированному апоптозу [41].

Получение β-клеток из стволовых клеток

Последние достижения биологии СК дают возможность применения трансплантационной терапии больным СД 1 типа с помощью метода генерирования функциональных панкреатических β-клеток [5]. Некоторые ткани являются источником клеток-предшественников или СК, которые в случае успешного выделения и размножения в условиях in vitro, а затем дифференцировки для приобретения фенотипа β-клеток могут быть потенциальным источником ткани для трансплантации [5].

Популяции СК можно получить также размножением тканевых СК (ТСК) из биоптатов ПЖ, печени или костного мозга больного. Независимо от происхождения СК будут дифференцироваться в ИПК, которые будут формировать инсулиноподобные структуры для пересадки больным СД [5].

Получение β-клеток из эмбриональных стволовых клеток

Внутренняя клеточная масса бластоцита используется для генерирования линий плюрипотентных ЭСК, которые могут размножаться in vitro с образованием миллиардов клеток, необходимых для трансплантационной терапии. ЭСК способны к спонтанной дифференцировке с образованием практически всех типов клеток, включая зародышевые клетки и гаметы [42]. В ряде работ показано, что ЭСК могут дифференцироваться в клетки с инсулинэкспрессирующим фенотипом одним из двух способов: с помощью генетической манипуляции или спонтанной дифференцировки с последующим культивированием при определенных условиях [28, 30, 35, 36]. ЭСК человека и мышей, подверженные спонтанной дифференцировке, образуют наряду со многими другими типами клеток небольшой процент ИПК [36]. Установлено, что такие клетки восстанавливают эугликемию у мышей-реципиентов со стрептозотоциновым СД [36].

С помощью обогащения и размножения нестин-положительных нейроэндокринных клеток-предшественников, развивающихся из ЭСК мышей, эффективность образования инсулин-положительных клеток была значительно увеличена [28]. Хотя эти клетки продуцировали небольшое количество инсулина по сравнению с β-клетками, его секреция изменялась в зависимости от уровня глюкозы.

Получение β-клеток из тканевых стволовых клеток

При пересадке лабораторным животным ЭСК образуют тератомы, состоящие из дифференцированных клеток всех трех зародышевых слоев, а также пролиферирующих недифференцированных клеток. Риск развития тератом, а также этические проблемы, связанные с использованием ЭСК, ускорили оценку возможностей ТСК в заместительной клеточной терапии [14].

Показано, что некоторые взрослые ткани содержат ТСК и клетки-предшественники, ответственные за репарацию и обновление нормальной ткани и отвечающие критериям СК: самообновление, мультипотентность и тканевое восстановление, или реконструкция [45]. Способность к росту этих клеток считается ограниченной по сравнению с ЭСК, и она снижается с возрастом. Помимо меньшего риска неконтролируемой пролиферации, ТСК позволяют использовать аутологичные клетки, преимуществом которых является повышенная толерантность по сравнению с аллотрансплантатом [14]. Хотя ограниченная репликативная способность ТСК по сравнению с ЭСК имеет преимущество с точки зрения безопасности, она также ограничивает их применение как достаточного источника клеток для трансплантации [16].

Перспектива использования ТСК для образования суррогатных β-клеток связана с их естественным потенциалом дифференциации. До недавнего времени считалось, что ТСК коммитированы и поэтому могут образовывать меньшее количество различных типов клеток по сравнению с ЭСК. В последние годы концепция клеточного коммитирования была подвергнута сомнению, что связано с появлением сообщений, доказывающих, что клетки взрослых органов могут давать начало не имеющим к ним отношения клеточным типам как in vivo, так и в культуре при наличии соответствующих стимулов [44].

Получение β-клеток из клеток поджелудочной железы

Одним из основных источников зрелых СК, способных к дифференцировке с образованием β-клеток, является ПЖ. Экспериментальными исследованиями было показано, что эпителий протоков ПЖ служит источником клеток, способных к неогенезу островков у взрослых животных при их повреждении, а также может являться источником нормального обновления островков в течение всей жизни [34, 50].

В исследованиях на культуре тканей показана способность клеток протоков человека и мышей к дифференцировке с образованием ИПК [4, 32]. Зрелые клетки панкреатических протоков также преобразовывались в инсулинэкспрессирующие клетки путем эктопической экспрессии основного транскрипционного фактора helix-loop-helix класса В нейрогенина 3, который является ключевым фактором развития эндокринной части ПЖ у мышей [17]. Экспрессия другого транскрипционного фактора β-клеток – NeuroD/Beta2 – в этой системе дала аналогичные результаты [17].

В экспериментах на крысах была рассмотрена возможность образования из экзокринных клеток ПЖ островковых клеток через промежуточную стадию дедифференцировки с образованием клеток с маркерами протоков – процесса, стимулируемого гормоном гастрином [33]. СК были также описаны в числе островков ПЖ [3]. Эти клетки, называемые NIP (нестин-положительные стволовые/предшественники, происходящие из островков), были выделены из островков ПЖ человека и грызунов и размножены в культуре тканей. Они реагируют на ряд факторов активацией островками гормональной экспрессии [14]. Хотя эти результаты и обнадеживают, эффективность размножения этих типов панкреатических клеток-предшественников в культуре тканей и их способность к дифференцировке с образованием ИПК должны быть намного выше, чтобы получать значительные количества клеток для ТР [14].

Получение β-клеток из клеток печени

Общее эволюционное происхождение ПЖ и печени делает ее оптимальным кандидатом для трансдифференцировки с образованием подобных клеток. Зрелые гепатоциты способны реагировать на изменение концентрации глюкозы в крови и имеют сходство в экспрессии генов со зрелыми β-клетками, включая переносчик глюкозы GLUT2 и глюкозо-фосфорилирующий фермент – глюкокиназу. Кроме того, гепатоциты являются первичной мишенью инсулина, который поступает из ПЖ через воротную вену. В то же время гепатоциты не имеют регулируемого секреторного пути [14].

Показано, что клетки из эмбриональной печени мышей проходят дифференцировку в условиях in vivo с образованием ряда печеночных, панкреатических и кишечных клеточных типов [39]. Кроме того, СК печени взрослых крыс (так называемые овальные клетки) дают начало панкреатическим эндокринным клеткам в условиях in vitro [46].

Клетки печени мышей активируют экспрессию гена β-клетки в условиях in vivo после экспрессии Pdx1 – транскрипционного фактора, играющего ключевую роль в развитии ПЖ и экспрессии гена в зрелых β-клетках [15]. Экспрессия NeuroD/Beta2 в клетках печени мышей в условиях in vivo приводит к снижению уровня гипергликемии [26].

Можно индуцировать клетки-предшественники из эмбриональной печени человека с помощью гена Pdx1 для выработки и накопления зрелого инсулина в значительных количествах (примерно треть количества, вырабатываемого нормальными β-клетками) для его секреции при изменениях уровня глюкозы и замещения функции β-клеток у мышей со стрептозотоциновым СД без ожирения и с тяжелым комбинированным иммунодефицитом [49].

Хотя имеются многочисленные факты в пользу того, что экспрессия Pdxl индуцирует регулируемый секреторный путь в эмбриональных клетках печени, необходимы электронно-микроскопические исследования для установления субклеточной локализации инсулина в этих клетках. Изменения условий культивирования могут способствовать дальнейшей дифференцировке этих клеток в β-клеточный фенотип [14].

Получение β-клеток из клеток кишечника

Эпителиальные клетки кишечника имеют общее эволюционное происхождение с ПЖ, а также регулируемый секреторный путь, который позволяет им накапливать инсулин и выделять его в ответ на физиологические сигналы. Эктопическая экспрессия Pdx1 в сочетании с обработкой бетацеллюлином или коэкспрессией Isl1 (другого транскрипционного фактора β-клетки) в клеточной линии IEC-6 энтероцитов крыс приводила к активации экспрессии инсулина [27]. Инсулиновые секреторные гранулы были выявлены электронно-микроскопически, однако секреция инсулина сохранялась монотонной [48].

Выработка инсулина первичными клетками кишечника мышей индуцировалась обработкой глюкагоноподобным пептидом-1, который активизировал экспрессию ngn3 [38]. После трансплантации этих клеток мышам со стрептозотоциновым СД уровень глюкозы в крови нормализовался только через 8 недель. Такой длительный интервал времени свидетельствует в пользу предположения, что в условиях in vivo происходила дальнейшая клеточная дифференцировка или пролиферация, которая была необходима для достижения достаточного уровня выработки инсулина [14]. В то же время, потенциал кишечных клеток как источника для получения суррогатных ИПК недостаточен из-за их малого количества и плохой доступности для биопсии, что, вероятно, потребует применения аллогенных клеток для реализации их потенциала [14].

Получение β-клеток из клеток костного мозга

Известно, что костный мозг содержит не менее двух типов СК с плюрипотентными свойствами: кроветворные СК и стромальные, или мезенхимальные СК, а пересадка костного мозга как у мышей, так и у человека приводит к дифференцировке трансплантированных клеток с образованием различных экто-, мезо- и эндодермальных тканей [22]. В то же время показано, что эти результаты в некоторых случаях вызваны слиянием клеток. Многочисленные детальные исследования свидетельствуют о высоком дифференцировочном потенциале СК костного мозга [14].

Предполагают, что СК костного мозга могут служить обновляемым источником инсулин-положительных клеток, имеющихся в ряде тканей у мышей со стрептозотоциновым СД [25]. Возможно, что у больных СД 1 типа непрерывное обновление островков происходит за счет клеток собственного костного мозга. Однако вновь образованные β-клетки быстро разрушаются антителами. В то же время клетки костного мозга являются перспективным источником аутологичных клеток, так как их биопсия не вызывает сложностей [14].

Показано, что клетки костного мозга in vitro и in vivo могут дифференцироваться с образованием клеток эндокринной части ПЖ (при этом было специфически исключено слияние клеток) [20, 21], а также индуцировать регенерацию эндогенных островков у мышей со стрептозотоциновым СД [18]. В то же время в другом сообщении об использовании клеток костного мозга мышей, меченных зеленым флуоресцентным белком, было показано, что эти клетки не способствуют репопуляции островков после стрептозотоцининдуцированного повреждения β-клеток [7].

Получение β-клеток из нервных клеток

Известно, что нервные клетки-предшественники мозга обладают способностью к значительному размножению в условиях in vitro [29] и дифференцировке в клетки всех трех зародышевых слоев [8, 43]. Эти данные представляют особый интерес, поскольку все элементы глюкозочувствительного механизма β-клетки также экспрессируются в популяциях нейронов [47]. Недавно было показано, что нервные СК крыс способны экспрессировать ген инсулина и метаболически реагировать на питательные вещества и сульфонилмочевину [6], что согласуется с данными более ранних работ по временной экспрессии препроинсулина в мозге плода в процессе развития [9, 10].

Выводы по получению β-клеток из стволовых клеток

Таким образом, одним из перспективных методов лечения СД 1 типа является трансплантационная терапия, а СК представляют собой потенциальный исходный материал для генерирования больших количеств необходимых клеток. Хотя значительные усилия были направлены на дифференциацию СК по панкреатическому пути, в то же время предполагают (что может не иметь важного значения), являются ли клетки-заменители эволюционно аутентичными панкреатическими β-клетками, пока их функционального фенотипа достаточно для получения физиологических характеристик секреции инсулина [5].

Несмотря на значительные достижения последних лет, все еще недостаточно методических подходов для воспроизводимой и эффективной дифференцировки популяций СК в функциональные β-клетки. В настоящее время существует ряд проблем, требующих решения [5].

Основной проблемой является выбор между ЭСК и ТСК как потенциальными терапевтическими клетками-предшественниками. ЭСК обладают высокой пролиферативной способностью, однако их плюрипотентность может являться недостатком. Дифференцировка плюрипотентных ЭСК обычно продуцирует смесь различных клеточных типов, что при отсутствии надежных процедур управления этим процессом не позволяет вырабатывать гомологичные популяции полностью дифференцированных β-клеток. Кроме того, использование эмбриональной ткани может быть существенно ограничено по этическим соображениям [14]. Напротив, благодаря известным ограничениям ТСК могут дифференцироваться только по определенным эволюционным направлениям, однако у них ограничен репликативный потенциал [5].

Существуют определенные минимальные требования к трансплантату при лечении СД. Во-первых, для достижения значимого терапевтического эффекта нужны огромные количества заменителя β-клеток. Так, согласно протоколам трансплантации для одного реципиента требуется до 1 млн первичных человеческих островков (что эквивалентно примерно 2-4 млрд β-клеток). Недавно были идентифицированы «предсуществующие» β-клетки как источник новых β-клеток при нормальном росте и развитии [11], однако зрелые β-клетки обладают очень низкой пролиферативной способностью [40]. Поэтому значительные количества клеток ПЖ могут быть получены из популяции предшественников в условия in vitro путем размножения и дифференцировки с получением фенотипа зрелых β-клеток. Способность ЭСК или ТСК к размножению и дифференцировке с образованием ряда тканевых типов делает их перспективным источником продуцирования β-клеток для заместительной терапии. В то же время сейчас нет убедительных доказательств способности ИПК, происходящих из панкреатических СК или клеток-предшественников других органов, размножаться in vitro до клинически значимых количеств [5].

Во-вторых, клетки-заменители должны обладать способностью синтезировать, накапливать и выделять инсулин по мере необходимости (прежде всего в ответ на изменения уровня гликемии). Панкреатические β-клетки прошли путь развития сложных механизмов, которые позволяют им контролировать и быстро реагировать на изменения циркулирующих питательных веществ, и эти механизмы теперь хорошо известны [23]. Ввиду сложности этих механизмов до сих пор не удалось получить β-клетки-заменители с нормальными секреторными фенотипами [31].

В-третьих, пролиферативная способность клеток-заменителей должна быть хорошо контролируемой для исключения возможной гиперинсулинемической гипогликемии по мере увеличения массы β-клеток in vivo. Обязательным условием клинического применения многих трансформированных, пролиферативных инсулиносекретирующих клеточных линий является исключение пролиферативных клеток из трансплантационного материала [31].

Кроме того, неясно, является ли потенциал дифференциации ТСК: истинной трансдифференцировкой дифференцированного клеточного типа А с образованием дифференцированного клеточного типа В; дедифференцировкой дифференцированного клеточного типа А с образованием общего типа клеток-предшественников с дальнейшей дифференцировкой с образованием клеточного типа В; дифференцировкой de novo плюрипотентных клеток, сохраняющихся во взрослых тканях; слиянием таких клеток с уже дифференцированными клетками [14].

К тому же клеточная идентичность инсулинэкспрессирующих ТСК до конца неясна, и при отсутствии легко идентифицируемых специфичных маркеров зрелой β-клетки не исключена вероятность того, что эти клетки не являются полностью зрелыми β-клетками, а представляют собой всего лишь фенотипически сходную популяцию клеток нейроэктодермального [28] или экстраэмбрионального [19] происхождения.

В ряде современных исследований (в первую очередь, с использованием ЭСК) были сделаны попытки картирования экспериментальных протоколов по известным путям развития панкреатических эндокринных клеток. Полученные результаты не исключают, что существующие протоколы дифференцировки in vitro генерируют не β-клетки, а клетки, обладающие некоторым фенотипическим и функциональным сходством с аутентичными β-клетками. К примеру, предполагается, что применение избирательных для нестин-положительных предшественников условий культивирования [28] приводит к экспрессии инсулина в клетках с нейронным фенотипом [35].

При отсутствии специфических и высокоэкспрессированных маркеров для аутентичных β-клеток трудно однозначно определить происхождение ИПК, генерированных in vitro из плюрипотентных популяций-предшественников. В то же время точная эволюционная идентичность клеток для трансплантационной терапии может не иметь особой важности, пока эти клетки представляют собой размножаемую популяцию, отвечающую функциональным критериям заместительной терапии β-клетками [5]. Предполагается также, что пути дифференцировки β-клеток in vitro могут значительно отличаться от таковых in vivo [19], в частности ЭСК мыши дифференцируются в эндокринные клетки без экспрессии Pdx1 [30], и это очень важно в условиях in vivo.

Наконец, пересаженные ЭСК или ТСК должны избежать деструкции иммунной системой реципиента. Для предотвращения иммунных реакций применяются различные методики, которые не требуют глобальной и пожизненной иммуносупрессии. Однако имеются конкретные проблемы при рассмотрении пересадки β-клеток больным СД 1 типа, поскольку их иммунная система запрограммирована на деструкцию первичных β-клеток и предположительно будет нацелена даже на иммунологически гомологичные заменители β-клеток, которые были бы получены терапевтическим клонированием эмбриональных β-клеток [5].

Одним из возможных решений этой проблемы может быть генерирование ИПК, которые обладают функциональным фенотипом β-клетки, но иммунологически отличаются от первичных β-клеток и, таким образом, не будут подвергнуты иммунной атаке без иммуносупрессии. Не исключено, что суррогатные клетки могут не экспрессировать β-клеточные антигены, являющиеся мишенью для аутоиммунитета [5].

Кроме того, суррогатные β-клетки могут быть более резистентными к апоптозу, индуцированному цитокинами и свободными радикалами, по сравнению с нормальными β-клетками, экспрессирующими относительно низкие уровни антисвободнорадикальных ферментов. Размножение этих клеток в культуре тканей позволяет применить различные методические подходы для дальнейшего усиления их резистентности к иммунной деструкции, как, например, введение антиапоптотических генов [13] или инкапсулирование клеток в капсулы с полупроницаемыми мембранами [12].

Рассматривается также возможность, при которой СК донора могут дифференцировать in vivo с образованием ИПК и индуцировать толерантность к вновь образовавшимся клеткам с помощью полуаллогенных спленоцитов, пересаженных диабетическим NOD-мышам [24]. Пересаженные клетки восстанавливают аутотолерантность в этой модели аутоиммунного диабета, возможно, путем «переобучения» T-клеток реципиента. Кроме того, пересаженные спленоциты дифференцируются с образованием островковых клеток, а также индуцируют регенерацию островков из эндогенных СК. Хотя механизмы этих явлений еще до конца не ясны, подтверждение этих предположений может открыть перспективу для единого терапевтического подхода, направленного как на замещение клеток, так и на предупреждение возвратного аутоиммунитета [14].

Таким образом, результаты экспериментальных исследований свидетельствуют о возможности образования β-клеток ПЖ из ЭСК и ТСК, однако многие вопросы требуют дальнейших исследований.

Литература

1. Аметов А.С. Перспективы развития диабетологии // Терапевт. архив. – 2005. – № 10. – С. 5-9.
2. Основні показники діяльності ендокринологічної служби України за 2004 рік. – К.: Iнститут ендокринології та обміну речовин ім. В.П. Комісаренка АМН України, 2005. – 37 с.
3. Abraham E.J., Leech С.A., Lin J.С. et al. Insulinotropic hormone glucagon-like peptide-1 differentiation of human pancreatic islet-derived progenitor cells into insulin-producing cells // Endocrinology. – 2002. — 143. – P. 3152-3161.
4. Bonner-Weir S., Taneja M., Weir G. C. et al. In vitro cultivation of human islets from expanded ductal tissue // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 2000. – 97. – P. 7999-8004.
5. Burns C.J., Persaud S.J.Jones P. M. Stem cell therapy for diabetes: do we need to make beta cells //J. Endocrinol. – 2004. – 183. – P. 437-443.
6. Bums C.J., Minger S. L., Hall S. et al. Generating insulin expressing cells from neural stem cells // Diabetologia. – 2003. – 46. – P. A174.
7. Choi J. В., Uchino H., Azuma K. et al. Little evidence of transdifferentiation of bone marrow-derived cells into pancreatic beta cells // Diabetologia. – 2003. – 46. – P. 1366-1374.
8. Clarke D. L., Johansson С. В., Wilbertz J. et al. Generalized potential of adult neural stem cells // Science. – 2002. – 288. – P. 1660-1663.
9. Devaskar S. U., Sadiq H. F., Holtzdaw L., George M. The developmental pattern of rabbit brain insulin and insulin-like growth factor receptor expression // Brain Res. – 1993. – 605. – P. 101-109.
10. Devaskar S. U., Singh B. S., Carnaghi L. R. et al. Insulin II gene expression in rat central nervous system // Regul. Pept. – 1993. – 48. – P. 55-63.
11. Dor Y., BrownJ., Martinez O. I., Melton D. A. Adult pancreatic b-cells are formed by self-duplication rather than stem-cell differentiation // Nature. – 2004. – 429. – P. 41-46.
12. Duvivier-Kali V. F., Omer A., Parent R.J. el al. Complete protection of islets against allorejection and autoimmunity by a simple barium-alginate membrane // Diabetes. – 2001. – 50. – P. 1698-1705.
13. Efrat S. Cell replacement therapy for type 1 diabetes // Trends Mol. Med. – 2002. – 8. – P. 334-339.
14. Efrat S. Generation of surrogate beta cells from tissue stem cells // Cur. Diab. Rep. – 2004. – 4. – P. 298-303.
15. Ferber S., Halkin A., Cohen H. et al. Pancreatic and duodenal homeobox gene 1 induces expression of insulin genes in liver and ameliorates streptozotocin-induced hyperglycemia // Nat. Med. – 2000. – 6. – P. 568-572.
16. Harley С. В. Telomerase is not an oncogene // Oncogene. – 2002. – 21. – P. 494-502.
17. Heremans Y., Van De Casteele M., Veld P. et al. Recapitulation of embryonic neuroendocrine differentiation in adult human pancreatic duct cells expressing neurogenin 3 // J. Cell. Biol. – 2002. – 159. – P. 303-312.
18. Hess D., Li L., Martin M. et al. Bone marrow-derived stem cells initiate pancreatic regeneration //Nat. Biotechnol. – 2003. – 21. – P. 763-770.
19. Houard N., Rousseau G. G., Lemaigre F. P. HNF-6-independent differentiation of mouse embryonic stem cells into insulin-producing cells // Diabetologia. – 2003. – 46. – P. 378-385.
20. Janus A., Holz G. C, Theise N. D., Hussain M. A. In vivo derivation of glucose-competent pancreatic endocrine cells from bone marrow without evidence of cell fusion //J. Clin. Invest. – 2003. – 111. – P. 843-850.
21. Jahr H., Bretzel R. G. Insulin-positive cells in vitro generated from rat bone marrow stromal cells // Transplant. Proc. – 2003. – 35. – P. 2140-2141.
22. Jiang Y., Jahagirdar B. N., Reinhardt R. L. et al. Pluripotency of mesenchymal stem cells derived from adult marrow // Nature. – 2002. – 418. – P. 41-49.
23. Jones P. M., Persaud S.J. Protein kinases, protein phosphorylation, and the regulation of insulin secretion from pancreatic b-cells // Endocr. Rev. – 1998. – 19. – P. 429-461.
24. Kodama S., Kuhtreiber W., Fujimura S. et al. Islet regeneration during the reversal of autoimmune diabetes in NOD mice // Science. – 2003. – 302. – P. 1223-1227.
25. Kojima Н., Fujimiya M., Matsumura K. et al. Extrapancreatic insulin-producing cells in multiple organs in diabetes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 2004. – 101. – P. 2458-2463.
26. Kojima H., Fujimiya M., Matsumura K. et al. NeuroD-betacellulin gene therapy induces islet neogenesis in the liver and reverses diabetes in mice // Nat. Med. – 2003. – 9. – P. 596-603.
27. Kojima H., Nakamura Т., Fujita Y. et al. Combined expression of pancreatic duodenal home obox 1 and islet factor 1 induces immature enterocytes to produce insulin // Diabetes. – 2002. -51. -P. 1398-1408.
28. Lumelsky N., Blondel O., Laeng P. et al. Differentiation of embryonic stem cells to insulin-secreting structures similar to pancreatic islets // Science. – 2001. – 292. – P. 1389-1394.
29. Minger S. L., Fisher L.J., Ray J., Gage F. H. Long-term survival of transplanted basal forebrain cells following in vitro propagation with fibroblast growth factor-2 // Exp. Neurol. – 1996. – 141. – P. 12-24.
30. Moritoh Y., Yamato E., Yasui Y. et al. Analysis of insulin-producing cells during in vitro differentiation from feeder-free embryonic stem cells // Diabetes. – 2003. – 52. – P. 1163-1168.
31. Persaud S.J. Pancreatic b-cell lines: their roles in p-cell research and diabetes therapy // Advances in Molecular and Cell Biology. Vol. 29. The Biology of the Pancreatic b-Cell. – London: JAI Press Inc., 1999. – P. 21-46.
32. Ramiya V. K., Maraist M., Arfors К. Е. et al. Reversal of insulin-dependent diabetes using islets generated in vitro from pancreatic stem cells // Nat. Med. – 2000. – 6. – P. 278-282.
33. Rooman I., Lardon J., Bomcens L. Gastrin stimulates beta-cell neogenesis and increases islet mass from transdifferentiated but not from normal exocrine pancreas tissue // Diabetes. – 2002. – 51. – P. 686-690.
34. Seaberg R. M., Smukler S. R., Kieffer T.J. et al. Clonal identification of multipotent precursors from adult mouse pancreas that generate neural and pancreatic lineages // Nat. Biotechnol. – 2004. – 22. – P. 1115-1124.
35. Sipione S., Eshpeter A., Lyon J. G. et al. Insulin expressing cells from differentiated embryonic stem cells are not beta cells // Diabetologia. – 2004. – 47. – P. 499-508.
36. Soria В., Roche E., Berna G. et al. Insulin-secreting cells derived from embryonic stem cells normalize glycemia in streptozotocin-induced diabetic mice // Diabetes. – 2000. – 49. – P. 157-162.
37. Stock P. G., BluestoneJ. A. Beta-cell replacement for type I diabetes // Annu. Rev. Med. – 2004. – 55. – P. 133-156.
38. Suzuki A., Nakauchi H., Taniguchi H. Glucagon-like peptide 1 (1-37) converts intestinal epithelial cells into insulin-producing cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 2003. – 100. – P. 5034-5039.
39. Suzuki A., Zheng Y.-W., Kaneko S. et al. Clonal identification and characterization of self-renewing pluripotent stem cells in the developing liver //J. Cell. Biol. – 2002.- 156. – P. 173-184.
40. Szcenne I. Pancreatic beta-cell growth and diabetes mellitus // Diabetologia. – 1992. – 35. – P. 193-201.
41. Tiedge M., Lortz S., DrinkgemJ., Lenzen S. Relation between antioxidant enzyme gene expression and antioxidative defense status of insulin-producing cells // Diabetes. – 1997. – 46. – P. 1733-1742.
42. Toyooka Y., Tsunekazca N., Akasu R., Noce T. Embryonic stem cells can form germ cells in vitro //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 2003. – 100. -P. 11457-11462.
43. UII. S., Alilain W., Saljooque F. Fetal brain progenitor cells transdifferentiate to fates outside the nervous system // Моl. Endocrinol. – 2002. – 16. – P. 2645-2656.
44. Wagers A.J., Weissman I. L. Plasticity of adult stem cells// Cell. – 2004. – 116. – P. 639-648.
45. Weissman I. L. Translating stem and progenitor cell biology to the clinic: barriers and opportunities // Science. – 2000. – 287. – P. 1442-1446.
46. Yang L., Li S., Hatch H. et al. In vitro transdifferentiation of adult hepatic stem cells into pancreatic endocrine hormone-producing cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 2002. – 99. – P. 8078-8083.
47. Yang X.J., Kow L.M., Funabashi Т., Mobbs С.V. Hypothalamic glucose sensor: similarities to and differences from pancreatic beta-cell mechanisms // Diabetes. – 1999. – 48. – P. 1763-1772.
48. Yoshida S., Kajimoto Y., Yasuda T. et al. PDX-1 induces differentiation of intestinal epithelioid IEC-6 into insulin-producing cells // Diabetes. – 2002. – 51. – P. 2505-2513.
49. Zalzman M., Gupta S., Giri R. K. et al. Reversal of hyperglycemia in mice by using human expandable insulin-producing cells differentiated from fetal liver progenitor cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 2003. – 100. – P. 7253-7258.
50. Zuleztski H., Abraham E.J., Gerlach M.J. et al. Multipotential nestin-positive stem cells isolated from adult pancreatic islets differentiate ex vivo into pancreatic endocrine, exocnne, and hepatic phenotypes // Diabetes. – 2001. – 50. – P. 521-533.

«Клінічна медицина», т. 12, № 2, 2006.